Anais do Simpósio Brasileiro de Química Teórica
Anais do XXI Simpósio Brasileiro de Quimica Teórica - Vol. 1 2021

Boa tarde!

Quando nós testamos um determinado conjunto de ligantes (pequenas moléculas ou peptídeos) contra alguma proteína. É possível que em todos os complexos receptor-ligante sejam observados que alguns resíduos são comuns a todos os ligantes. E esses resíduos seriam aqueles que foram conservados. Geralmente, eles indicam as regiões mais importantes do sítio ativo (ou sítio catalítico) do receptor para o projeto e desenvolvimento de novos inibidores da ação de patógenos que usam o tal receptor.

Relacionado às proteínas mutantes, não sei se entendi direito, você parece fazer referência a antígenos capazes de desencadear uma resposta imune celular. A meu sentir, esse é um dos campos mais viçosos e complexos da imuno-oncologia, por exemplo. Mas, então, estaremos no campo do docking peptídeo-peptídeo e outras estratégias para o estudo de epítopos (peptídeos que apresentam atividade contra complexos de histocompatibilidades, MCH). Normalmente são chamados de epítopos de células T, e são de grande importância no desenvolvimento de vacinas baseadas em epítopos e imunoterapias contra infecções virais, tumores e doenças autoimunes.

Se o seu interesse for por essa via, seria bem interessante (caso não conhece) o acesso ao maior banco de dados de epítopos do mundo, o IEDB: http://www.iedb.org/.

Você terá acesso a dados experimentais de afinidade de ligação, estabilidade e muito mais. Talvez isso torne a sua pesquisa mais brilahnte ainda.

Abraços

Maurício Brito

Boa noite, Paulo.

Agora eu entendi a sua pergunta. Peço perdão pelo equívoco.

Já li um volume razoavelmente grande de artigos sobre o formalismo do docking. Entretanto, nunca li nada sobre a origem do uso dessa expressão, exceto, que se refere aos resíduos que são conservados em todos os complexos formados por ligantes diferentes com determinada proteína. Quem sabe, não seja uma analogia aos eventos envolvendo uma proteína mutante que você citou.

Infelizmente, não sei responder a sua pergunta.

Muito obrigado.

Boa noite Érica. Obrigado pela pergunta.

Grosso modo, você tem certas liberdades na escolha da função de pontuação que vai usar na sua docagem, assim como outros parâmetros (raio de interação, coordenadas de interação etc). Entretanto, qualquer que seja o protocolo que adote, é preciso usar algum meio de validá-lo.

Por exemplo, se a proteína cristalizada (juntamente com algum ligante) tiver resolução até 2A, então, a forma de você validar o protocolo usado é através da reprodução dos modos de ligação experimental. Nesse caso, o erro entre a posição experimental do ligante e a posição docada (RMSD) deve ser menor que 2A. Ora, se a sua proteína tem a resolução citada, você vai variar os parâmetros usados no protocolo até que o RMSD esteja na faixa aceitável. E, se não conseguir isso, será preciso, inclusive, usar outra função de pontuação.

Nesse aspecto, a melhor função a se usar no docking é aquela que valida o protocolo usado. Nesse sentido, não existe muito rigor na escolha da função de pontuação usada, de sorte que duas ou mais funções podem ser recomendadas para o mesmo problema, desde que atendam ao critério acima.

No caso da minha pesquisa, infelizmente, todas as proteínas usadas têm resolução maior que 2A. Por isso, não tem como se falar em RMSD, pois, não temos certeza sobre a posição do ligante. Assim, ao invés de usar a posição do ligante no docking, usamos as coordenadas da cavidade (região) onde ele se encontra. Como consequência estamos em um docking cego.

Então, usando as afinidades de ligação obtidas com a função ChemScoring, fizemos uma análise de agrupamento (HCA). E o resultado foi que as afinidades calculadas permtiram classificar corretamente, cada proteína na sua respectiva fase experimental de infecção. Então, esse resultado validou todo o protocolo usado.

A guisa de exemplo, a HCA para os antivirais mostra que o Casopitant, Grazoprevir, Remdesivir e Rimantadina exercem o mesmo efeito em todo o clico viral, como uma taxa de siilaridade de cerca de 24% em relação aos outros antivirais. Ou seja, é uma similidade uito baixa para que se acredite que há relação entre ambos.

Por outro lado, as fases de pré-fusão e pós-fusão têm quase 74%. E é uma taxa muito alta para que entendamos que não há elevada correlação entre ambas as fases. E isso quer dizer que os eventos na pré-fusão influenciam muito sobre os eventos da fase de pós-fusão. Noutras palavras, a carga viral de contágio (encaixe e fusão de membrana) dinamiza a gravidade da doença.

Agradeço outra vez. E estou a disposição para mais aprofundamentos ou outras dúvidas.

Boa noite Guilherme! Obrigado pelo interesse.

Como a resolução dessas duas proteínas são baixas (maiores que 2A), não pudemos usar a própria posição do ligante como coordenadas de interação.

Em razão dessa incerteza, mapeamos a cavidade onde os ligantes co-cristalizados estavam nessas proteínas no GOLD, depois levamos para o servidor CASTp 3.0, para identificação de bolsos catalíticos. Então, comparamos as cavidades do GOLD e bolsos do CASTp 3.0 e escolhemos a cavidade por similaridade. Apenas um ligante apareceu em uma posição correspondente em ambos os ensaios. Então, usamos as coordenadas da cavidade desse ligante como coordenadas de interação no docking.

Entretanto, ainda era necessário validar o protocolo usado. Por isso fizemos uma análise de agrupamento. E ela resultou na correta classificação das proteínas estudadas em suas respectivas fases experimentais de infeção. Para nós esse resultado foi suficiente para atestar a certeza do protocolo usado, inclusive, das coordenadas usadas. Além disso, o resultado da HCA sinalizou para uma elevada correlação entre as duas fases da infecção estudadas (cerca de 74% de similaridade), indicando que os eventos da pré-fusão dinamizam os da pós-fusão. Noutras palavras, a carga viral de contágio é um fator que aumenta a gravidade da doença. Além de uma intensa atividade de produção de proteínas e automontagem do genoma do vírus pelas 3CLpro e proteína S (conf. aberta), com cerca de quase 99% de similaridade.

os resultados de validação pós-docking não nos incutiram a necessidade de reiniciar o protocolo, fazendo quaisquer alterações. 

Os resultados no CASTp 3.0 também foram obtidos por Tien e colaboradores.

Espero que a minha resposta ajude.

CASTp 3.0: http://sts.bioe.uic.edu/castp/index.html?1bxw

Tian W, Chen C, Lei X. et al. CASTp 3.0: computed atlas of surface topography of proteins. Nucleic Acids Res. 2018, 46(W1):W363-W367. doi: 10.1093/nar/gky473.

Boa noite.

Agradeço muito o seu interesse e que tenha dedicado um pouco do seu tempo para a audição do meu trabalho.

Um grande abraço.

Olá Vanessa.

Obrigado pelo interesse e apoio.

Abraços.

Boa noite, Luiz.

Muito obrigado pelo interesse.

Como se trata de um estudo com reaproveitamento/reposicionamento de fármacos, então, citei algumas patologias para as quais os antivirais usados já possuem eficácia e segurança conhecidas experimentalmente. Assim, uma consulta no DrugBank (https://go.drugbank.com/) mostra o uso deles apenas para essas patologias. Entretanto, o mais importante não é o número de possibilidade de uso, mas, se eles já possuem atividade contra alguma proteína que o SARS-CoV-2 usa no seu ciclo viral. Nesse sentido, todos os antivirais testados neste estudo já possuem bioatividade experimental conhecida para, pelo menos, uma das proteínas que o SARS-CoV-2 usa no processo de infecção. E essa foi a razão porque os escolhemos para o docking.